Хитин как главная мишень противогрибковой терапии

Данная научная статья о перспективах антихитиновой терапии как методе лечения грибковых заболеваний опубликована организацией NCBI (Национальный центр биотехнологической информации, США).
Ссылка на оригинал.
Авторы: Megan D Lenardon, Carol A Munro, and Neil AR Gow
Перевод предоставлен администрацией anticandida.com

Хитин является неотъемлемой частью углеводного скелета клеточной стенки грибов и представляет собой молекулу, которая не представлена у человека и других позвоночных. Сложные регуляторные механизмы позволяют хитину располагаться в определенных местах на протяжении всего клеточного цикла для поддержания общей прочности стенки и обеспечения быстрых, спасительных модификаций в условиях стресса клеточной стенки. Хитин также недавно стал играть важную роль в активации и ослаблении иммунных реакций на грибки и других хитинсодержащих паразитов. В обзоре обобщены последние достижения в области анализа регуляции синтеза хитина в контексте патогенеза грибов.

Хитин является важным компонентом клеточных стенок и перегородок всех патогенных грибов и встречается в стенках цист патогенных амеб, яичной скорлупе и слизистой оболочке кишечника паразитических нематод и экзоскелетах беспозвоночных переносчиков болезней человека, включая комаров, песчаных мух, клещей и улиток. Несмотря на то, что хитин в природе в изобилии уступает только целлюлозе и присутствует и необходим очень многим паразитам и патогенам, фундаментальная информация о его биосинтезе и распознавании иммунной системой отсутствует.

Хитин, β(1,4)-связанный гомополимер N-ацетилглюкозамина, представляет собой простой полисахарид, который представлен в клеточных стенках всех изученных на сегодняшний день грибов [1,2]. Зарождающийся первичный полисахарид грибов сворачивается обратно, образуя антипараллельные цепи, которые образуют внутрицепочечные водородные связи, которые еще больше укрепляют углевод в чрезвычайно прочные волокнистые микрофибриллы, более жесткие, чем любая другая молекула в природе, и более прочные, чем кость или сталь (рис. 1).

Трехмерная сеть хитиновых микрофибрилл ковалентно присоединена к β(1,3)-глюкану — второму несущему нагрузку полисахариду, присутствующему в клеточных стенках большинства грибов [3]. У многих видов, таких как человеческий патоген Candida albicans, основные классы белков клеточной стенки присоединяются через GPI-остаток к β(1,3)-глюкану или хитину через разветвленный β(1,6)-глюкановый линкер [3]. Различная доля грибного хитина синтезируется и затем деацетилируется до хитозана под действием одной или нескольких хитиновых деацетилаз. В C. albicans, менее 5% хитина деацетилируется в хитозан, в то время как большинство зигомицетов и базидомицетов Cryptococcus neoformans имеют более двух третей деацетилированных в хитозан [4,5]. Деацетилирование хитина может сделать полимер более эластичным и защитить его от действия враждебных хитиназ.

Кажущаяся простота первичной структуры хитина опровергает сложный лежащий в основе биосинтетический процесс. Хитин синтезируется большими семействами ферментов хитинсинтазы (CHS), которые делятся на семь различимых классов (табл. 1). Мы решили следовать классификации, предложенной Niño-Vega et al. [6] и Roncero [7], а не классификации Chigira et al. [8] и Choquer et al. [9], которые меняют классы VI и VII. Функциональное значение всех классов CHS неясно и, по-видимому, различается у разных грибов [1,2]. Роль отдельных генов CHS была исследована главным образом путем анализа специфических штаммов делеции CHS. Ферменты класса I наиболее легко измеряются в биохимических анализах in vitro, однако они обычно производят лишь незначительную долю хитина клеточной стенки, а мутанты, лишенные генов CHS класса I, неизменно жизнеспособны с умеренными фенотипами в условиях отсутствия стресса [1]. Ферменты класса II часто неизмеримы в ферментативных анализах и производят мало хитина, но их делеция приводит к заметному пагубному воздействию на жизнеспособность клеток через воздействие на жизненно важные процессы, такие как первичное образование перегородки [10]. Ферменты класса IV часто производят значительное количество стеночного хитина, но мутанты обычно жизнеспособны, хотя иногда ослаблены в вирулентности [11]. Последовательности классов IV, V и VII имеют некоторую гомологию последовательностей, а белки класса V и некоторых классов VII также содержат миозиноподобные домены. Классы III, V, VI и VII были идентифицированы только у нитчатых грибов и некоторых диморфных грибов и отсутствуют у дрожжей, таких как Saccharomyces cerevisiae и C. albicans.

Семь классов ферментов CHS в различных грибах.

Множественность CHS-ферментов позволяет предположить, что они могут играть избыточную роль в синтезе клеточной стенки. Это относится к некоторым, но не ко всем CHS-ферментам. Очевидно, что экспрессия и активность ХС высоко регулируются как в течение клеточного цикла, так и в условиях стресса, например, в ответ на потенциально смертельные угрозы целостности клеток, вызванные литическими ферментами, антибиотиками или окислителями, которые генерируются дыхательным взрывом в фаголизомах лимфоцитов.

У большинства грибов синтез хитина и клеточной стенки происходит в местах поляризованного роста. Во время раннего роста почки материал клеточной стенки осаждается на кончике почки [12]. Период изотропного роста происходит в больших бутоновых клетках, где материал осаждается по всей поверхности бутона. После ядерного деления начинается фаза реполяризации, когда материал направляется к шейке матки-почки для подготовки к цитокинезу. В гифальных или нитевидных формах расширение клеток представляет собой непрерывный и неопределенный процесс апикального роста [13].

Соответственно, синтез хитина должен регулироваться как во времени, так и в пространстве по отношению к клеточному циклу. Фермент S. cerevisiae класса II ScChs2 синтезирует первичную перегородку, а ScChs1 класса I действует как репарационный фермент, который восполняет хитин в рубце рождения / почки сразу после цитокинеза [1,14]. Общегеномный анализ регуляции клеточного цикла на уровне мРНК с использованием синхронизированных культур S. cerevisiae показал, что экспрессия ScCHS2 достигает пика в М-фазе, а ScCHS1 в М/G1, причем оба они происходят в соответствующее время для функционирования этих ферментов [15]. Транскрипция во время клеточного цикла непрозрачного штамма C. albicans MTLa FAR1OP, синхронизированного после высвобождения из α-фактора ареста, показала, что экспрессия CaCHS1 (ортологичная ScCHS2), CaCHS8 и в меньшей степени CaCHS3 достигала пика в фазе G2, тогда как экспрессия CaCHS2 была непериодической [16].

Нарушение биосинтетических генов клеточной стенки или обработка возмущающими клеточную стенку агентами часто приводит к компенсаторным изменениям в клеточной стенке, включая активацию синтеза хитина, в попытке сохранить клеточную целостность (обзор представлен в работе [17]). Дефекты клеточной стенки обнаруживаются у S. cerevisiae трансмембранными белками, такими как ScWsc1 и ScMid2, или сигнальными муцинами ScMsb2 и ScHkr1, которые активируют нижестоящие каскады киназ митоген-активированного белка (MAP), вызывая ремоделирование клеточной стенки (рис.2). В S. cerevisiae этот так называемый ‘спасительный путь клеточной стенки » или «компенсаторный путь клеточной стенки» опосредуется главным образом через каскад MAP-киназы целостности клеток протеинкиназы С (PKC) и ее нижестоящую мишень-транскрипционный фактор ScRlm1 [18]. Было также высказано предположение, что второй каскад MAP-киназ, путь высокоосмолярного глицеринового ответа (HOG), играет определенную роль в регуляции архитектуры клеточной стенки [19] (рис. 2).

У C. albicans каскады PKC и HOG MAP-киназыи Ca2+/кальциневриновый путь регулируют экспрессию гена CHS и синтез хитина в ответ на стрессы клеточной стенки [20]. Эксперименты по диссекции промоторов определили регуляторные области промоторных последовательностей CHS класса I и показали, что C. albicans использует различные транскрипционные факторы и/или консенсусные связывающие последовательности для регуляции синтеза хитина по сравнению с S. cerevisiae [21] (рис.2).

Регуляция синтеза хитина в ответ на стресс клеточной стенки может быть клинически значимой. У C. albicans транскрипционная активация синтеза хитина через пути PKC, HOG иca2+/calcineurin придает устойчивость к классу противогрибковых препаратов эхинокандина [22], а у Aspergillus fumigatus опосредованная кальциневрином повышенная транскрипция AfCHSA и AfCHSC необходима для парадоксального роста в присутствии высоких концентраций препарата эхинокандина каспофунгина [23].

Координированный синтез хитина также требует локализации ферментов, которые должны регулироваться на протяжении всего клеточного цикла. Грибковые ферменты CHS, ответственные за синтез клеточной стенки и/или септального хитина, как правило, локализуются в местах поляризованного роста. Например, у C. albicans фермент класса IV CaChs3 участвует как в синтезе клеточной стенки , так и в синтезе перегородки [11]. Он локализуется на кончике растущих почек и гифах и перемещается в места образования перегородок до начала цитокинеза [24]. Аналогично, у A.nidulans фермент III класса AnChsB, по-видимому, функционирует на поляризованных участках роста и в формировании септ во время роста гифов и развития конидий [25].

Как локализация, так и стабильность ферментов СНС могут регулироваться фосфорилированием. Недавние работы показали, что протеинкиназы и установление полярности клеток, по-видимому, важны для регуляции клеточной стенки у C. albicans [26]. У S. cerevisiae первичная перегородка синтезируется ScChs2 [1,14]. Фосфорилирование ScChs2 ScCdk1 на 4 N-концевых участках сохраняет этот фермент в эндоплазматическом ретикулуме (ER) до митотического выхода [27]. Удаление этих фосфо-сайтов привело к деградации Sc Chs2 [28], что указывает на то, что фосфорилирование регулирует синтез хитина ScChs2 на определенных стадиях клеточного цикла, либо регулируя клеточную локализацию, либо стабильность белка. Три из четырех ферментов CHS фосфорилируются в C. albicans [29], и фосфорилирование СаChs3 на S139 требуется, чтобы нацелить этот фермент на участки поляризованного роста [30] (рис. 3).

Регуляция локализации фермента CHS IV класса у S. cerevisiae широко изучена и включает в себя ряд различных посттранскрипционных регуляторных механизмов. Экспорт ScChs3 из ER контролируется шапероном ScChs7, а транспортировка от Гольджи к плазматической мембране (ПМ) происходит в специализированных везикулах, называемых хитосомами [31,32]. Генерация липида PtdIns(4)P ScPik1 способствует прямому транспорту ScChs3 в ПМ, а последующее дефосфорилирование ScSac1 завершает сигнал, позволяя ScChs3 оставаться в ПМ и синтезировать хитин [33]. Chs3 нацелен на шейку почки для образования перегородок в соответствующее время в клеточном цикле посредством взаимодействия с ScChs4, ScBni4, ScGlc7 и септинами [14,34–38].

В дополнение к механизмам, включающим посттрансляционные модификации или белок-белковые взаимодействия, некоторые CHSS являются гибридными белками с N–концевыми миозиновыми моторными доменами (MMD) и C-концевыми CHS-доменами. Эти ферменты, как правило, попадают в классы V и VII, и наиболее характерные примеры из патогенов человека включают WdChs5 (фермент класса V из Wangiella dermatitidis; [39]), CsmA и CsmB (класс V и VII из A. nidulans; [40,41]). Используя свой MMD, эти ферменты, по-видимому, локализуются в местах расширения поляризованной клеточной стенки актин–зависимым образом [40,42-44]. ММД может не обладать двигательной активностью традиционных миозинов [43], однако у растительного патогена Ustilago maydis было показано, что миозиноподобный домен фермента класса V UmMcs1 необходим для его апикальной локализации и участвует в удержании UmMcs1 в апикальном куполе (G Steinberg, personal communication).

Иммунная система эволюционировала для обнаружения консервативных, основных молекулярных компонентов микроорганизмов, называемых патоген-ассоциированными молекулярными паттернами (PAMPs). β(1,3)-глюкан является хорошо изученным PAMP, который обнаруживается дектином-1, рецептором лектина С-типа моноцитов и макрофагов, и имеет большое значение в активации сильного провоспалительного ответа врожденной иммунной системы [45]. В C. albicans доступ к внутреннему слою клеточной стенки , содержащему β-глюкан и хитин, обычно экранируется поверхностными маннанами, и поэтому иммунное обнаружение интактных клеток первоначально фокусируется на взаимодействиях маннан-иммунный рецептор [46]. Однако β-глюкан может быть разоблачен воздействием ферментов хозяина, противогрибковых препаратов, термической обработки и у мутантов с дефицитом маннозилирования [47]. Аналогичным образом внешний слой α(1,3)-глюкана маскирует обнаружение внутреннего слоя хитин / β-глюкан в Histoplasma capsulatum [48]. В случае β-глюкана разоблачение имеет серьезные иммуномодулирующие последствия. Какова же иммунологическая роль хитина, другой высоко консервативной сигнатурной молекулы во внутренней клеточной стенке?

Недавние исследования начали выявлять сложную картину иммунологических свойств хитина [49]. Иммунные реакции, по-видимому, сильно зависят от размера хитиновых фрагментов, используемых для стимуляции иммунных клеток [50]. Очень большие (>100 мкм) хитиновые фрагменты, как правило, готовятся из беспозвоночных источников, представляется иммунологически инертным, в то время как средний (40-70 мкм) и мелких хитина (<40 мкм), кажется, способен активировать макрофаги и выявление ИЛ-17, ФНО и Ил-23 производства через ряд рецепторов распознавания образов (Ррсс) [51]. Все эти частицы достаточно велики относительно размеров грибковых клеток и молекулярного масштаба иммунных рецепторно–лигандных взаимодействий. Кроме того, в подобных экспериментах еще не учитывался тот факт, что структура хитиновых микрофибрилл существенно различается у разных организмов и даже в разных частях клеточной стенки [24] (рис.1). Иммунная реактивность, зависящая от размера, помогает объяснить важность белков, разрушающих хитин, таких как кислая хитиназа млекопитающих [52] и хитотриозидаза [53,54] при аллергических иммунных реакциях. Эти ферменты, по-видимому, расщепляют хитин на более мелкие частицы, способные опосредовать аллергические реакции. Их способность переваривать крупные фрагменты хитина приводит к накоплению в тканях ИЛ-4, экспрессирующего базофилы, эозинофилы и нейтрофилы, и индуцирует альтернативную активацию макрофагов, связанную с иммунитетом к некоторым хитинсодержащим паразитам, таким как гельминт Nippostrongylus brasiliensis [55]. С другой стороны, похоже, что некоторые человеческие белки секвестрируют хитин, чтобы ослабить иммунные реакции [56].

В последнее время было выявлено несколько кандидатов-медиаторов хитин-опосредованных иммунных реакций. RegIIIg (HIP/PAP)-лектин С-типа с сродством к хитину, который экспрессируется в нейтрофильных панетоклетках тонкой кишки и индуцируется определенными бактериальными пептидогликанами [57]. Пептидогликаны химически связаны с хитином, поскольку они являются N-ацетилглюкозамином, содержащим полисахариды, и эти две молекулы могут активировать некоторые общие клеточные реакции [58]. FIBCD1 также был идентифицирован как кальцийзависимый ацетилгруппосвязывающий тетрамерный хитинсвязывающий рецептор [59].Связывание между этим хитиновым рецептором и ацетилированным БСА может быть ингибировано различными ацетилированными соединениями, но не глюкозамином или глюкозой [59]. Потребность в ацетилировании предполагает, что этот рецептор не реагирует на хитозан, который, как известно, способен активировать дендритные клетки через TLR4-зависимый механизм [60]. Это важно потому что грибковые патогены такие как скуловые грибы и C. neoformans в их стенках содержится значительное количество деацетилированного хитина. Поэтому дальнейшие иммунные рецепторы хитина и хитозана еще предстоит идентифицировать, и роль грибкового хитина в иммунном распознавании требует исследования.

Хитин и хитозан являются отличительными полисахаридами, которые присутствуют во всех известных грибковых патогенах, а не в организме человека. Поэтому ингибирование синтеза хитина было предложено в качестве привлекательной мишени для противогрибковой терапии [61]. Существующие ингибиторы СНС, такие как никкомицины и полиоксины, являются наиболее мощными и специфичными в отношении ферментов класса I, но менее эффективными ингибиторами других классов СНС-ферментов и роста грибов in vivo [61,62].

Открытие существенной роли C. albicans CHS1 [10] побудило провести скрининг на ингибиторы CHS II класса. Roche разработало одно соединение, RO-09-3143, специфический ингибитор СаChs1, который был фунгистатичен к C. albicans, но сидел на мутантном фоне chs2 Δ [63]. Это подчеркивало возможность компенсаторных функций для различных ферментов CHS и было подкреплено наблюдением, что дрожжевые клетки C. albicans, стимулированные к синтезу хитина обработкой Ca2+ и Calcofluor White, были способны расти и делиться, образуя новую спасательную перегородку при отсутствии других существенных факторов. Ген CaCHS1 [22].

Общим ответом на повреждение клеточной стенки является усиление ее за счет выработки избытка хитина, в первую очередь ферментами IV класса, такими как ScChs3 и CaChs3 [20,64]. Этот компенсаторный механизм запускается при лечении грибов препаратами эхинокандина [22,65,66]. Повышенный уровень хитина снижает восприимчивость к препаратам эхинокандина у C. albicans [17,22], но, наоборот, комбинации ингибиторов CHS и глюкан-синтазы более эффективны против C. albicans и A. fumigatus, чем отдельные лекарственные препараты [22,67]. Эти исследования подчеркивают потенциал комбинированной терапии, направленной на синтез двух основных структурных полисахаридов, обнаруженных в большинстве грибов, в достижении фунгицидных режимов, которые предотвратили бы появление механизмов резистентности. Кроме того, ингибиторы синтазы клеточной стенки, применяемые в сочетании с антагонистами сигнальных путей, регулирующих экспрессию и активность синтазы, могут иметь потенциал в качестве мощной противогрибковой комбинированной терапии. Например, кальциневриновый путь важен для регуляции синтеза хитина у C. albicans и A. fumigatus а также ответ на эхинокандиновые препараты, а также препараты,блокирующие кальциневриновый путь,действуют синергически с эхинокандинами [20,22, 67, 68].

Первичная структура хитина состоит из одного типа сахара и одной межсахарной связи. Тем не менее он разнообразен по структуре и форме и собирается различными классами ферментов, кодируемых семействами генов, экспрессия которых регулируется в зависимости от клеточного цикла на транскрипционном и посттранскрипционном уровнях. Недавние достижения в нашем понимании того, как синтез хитина регулируется и реагирует на стресс клеточной стенки, поддерживают привлекательность этого процесса в качестве потенциальной мишени противогрибкового препарата, возможно, в сочетании с ингибиторами синтеза β (1,3)-глюкана и / или компенсаторного пути клеточной стенки. Актуальность синтеза грибкового хитина при заболеваниях человека также очевидна в новых исследованиях, определяющих роль этой грибковой сигнатурной молекулы в механизмах иммунного распознавания.

Наша работа в этой области поддерживается фондом Wellcome Trust, программой EC Marie Curie и BBSRC.

1. Munro C.A., Gow N.A.R. Chitin synthesis in human pathogenic fungi. Med Mycol. 2001;39 S1:41-53. [PubMed] [Google Scholar]
2. Latge J.P. The cell wall: a carbohydrate armour for the fungal cell. Mol Microbiol. 2007;66:279-290. [PubMed] [Google Scholar]
3. Klis F.M., Boorsma A., De Groot P.W. Cell wall construction in Saccharomyces cerevisiae. Yeast. 2006;23:185-202. [PubMed] [Google Scholar]
4. Baker L.G., Specht C.A., Donlin M.J., Lodge J.K. Chitosan, the deacetylated form of chitin, is necessary for cell wall integrity in Cryptococcus neoformans. Eukaryot Cell. 2007;6:855-867. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
5. Bartnicki-Garcia S. Cell wall chemistry, morphogenesis, and taxonomy of fungi. Annu Rev Microbiol. 1968;22:87-108. [PubMed] [Google Scholar]
6. Niño-Vega G.A., Carrero L., San-Blas G. Isolation of the CHS4 gene of Paracoccidioides brasiliensis and its accommodation in a new class of chitin synthases. Med Mycol. 2004;42:51-57. [PubMed] [Google Scholar]

7. Roncero C. The genetic complexity of chitin synthesis in fungi. Curr Genet. 2002;41:367-378. [PubMed] [Google Scholar]
8. Chigira Y., Abe K., Gomi K., Nakajima T. chsZ, a gene for a novel class of chitin synthase from Aspergillus oryzae. Curr Genet. 2002;41:261-267. [PubMed] [Google Scholar]
9. Choquer M., Boccara M., Goncalves I.R., Soulie M.C., Vidal-Cros A. Survey of the Botrytis cinerea chitin synthase multigenic family through the analysis of six euascomycetes genomes. Eur J Biochem. 2004;271:2153-2164. [PubMed] [Google Scholar]
10. Munro C.A., Winter K., Buchan A., Henry K., Becker J.M., Brown A.J., Bulawa C.E., Gow N.A.R. Chs1 of Candida albicans is an essential chitin synthase required for synthesis of the septum and for cell integrity. Mol Microbiol. 2001;39:1414-1426. [PubMed] [Google Scholar]
11. Bulawa C.E., Miller D.W., Henry L.K., Becker J.M. Attenuated virulence of chitin-deficient mutants of Candida albicans. Proc Natl Acad Sci U S A. 1995;92:10570-10574. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
12. Sheu Y.J., Barral Y., Snyder M. Polarized growth controls cell shape and bipolar bud site selection in Saccharomyces cerevisiae. Mol Cell Biol. 2000;20:5235-5247. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
13. Fischer R., Zekert N., Takeshita N. Polarized growth in fungi-interplay between the cytoskeleton, positional markers and membrane domains. Mol Microbiol. 2008;68:813-826. [PubMed] [Google Scholar]
14. Bulawa C.E. Genetics and molecular biology of chitin synthesis in fungi. Annu Rev Microbiol. 1993;47:505-534. [PubMed] [Google Scholar]
15. Spellman P.T., Sherlock G., Zhang M.Q., Iyer V.R., Anders K., Eisen M.B., Brown P.O., Botstein D., Futcher B. Comprehensive identification of cell cycle-regulated genes of the yeast Saccharomyces cerevisiae by microarray hybridization. Mol Biol Cell. 1998;9:3273-3297. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
16. Côte P., Hogues H., Whiteway M. Transcriptional analysis of the Candida albicans cell cycle. Mol Biol Cell. 2009;20:3363-3373. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]The difficulty in synchronising the cell cycle within a population of C. albicans cells has hampered investigations into cell cycle regulation in this organism. Here, the authors describe a novel system allowing C. albicans cells of particular genetic background to be synchronised using mating pheromone treatment.
17. Walker L.A., Gow N.A.R., Munro C.A. Fungal echinocandin resistance. Fungal Genet Biol. 2010;47:117-126. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
18. Garcia R., Bermejo C., Grau C., Perez R., Rodriguez-Pena J.M., Francois J., Nombela C., Arroyo J. The global transcriptional response to transient cell wall damage in Saccharomyces cerevisiae and its regulation by the cell integrity signaling pathway. J Biol Chem. 2004;279:15183-15195. [PubMed] [Google Scholar]
19. Bermejo C., Rodriguez E., Garcia R., Rodriguez-Pena J.M., Rodriguez de la Concepcion M.L., Rivas C., Arias P., Nombela C., Posas F., Arroyo J. The sequential activation of the yeast HOG and SLT2 pathways is required for cell survival to cell wall stress. Mol Biol Cell. 2008;19:1113-1124. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
20. Munro C.A., Selvaggini S., de Bruijn I., Walker L., Lenardon M.D., Gerssen B., Milne S., Brown A.J., Gow N.A.R. The PKC, HOG and Ca2+ signalling pathways co-ordinately regulate chitin synthesis in Candida albicans. Mol Microbiol. 2007;63:1399–1413. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
21. Lenardon M.D., Lesiak I., Munro C.A., Gow N.A.R. Dissection of the Candida albicans class I chitin synthase promoters. Mol Genet Genomics. 2009;281:459–471. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
22. Walker L.A., Munro C.A., de Bruijn I., Lenardon M.D., McKinnon A., Gow N.A.R. Stimulation of chitin synthesis rescues Candida albicans from echinocandins. PLoS Pathog. 2008;4:e1000040. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]This paper shows how chitin is upregulated in response to echinocandin treatment and that concomitant inhibition of β(1,3)-glucan and chitin synthesis acts synergistically in killing C. albicans. The paper also describes how activation of the chitin compensatory response can overcome the otherwise lethal effects of mutations in the normally essential CHS1 gene of C. albicans.
23. Fortwendel J.R., Juvvadi P.R., Perfect B.Z., Rogg L.E., Perfect J.R., Steinbach W.J. Transcriptional regulation of chitin synthases by calcineurin controls paradoxical growth of Aspergillus fumigatus in response to caspofungin. Antimicrob Agents Chemother. 2010;54:1555–1563. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]The activity of echinocandin drugs is attenuated when high concentrations of the drug are used to treat C. albicans and A. fumigatus. Work presented in paper complements and extends our understanding of this ‘parodoxical effect’ in C. albicans [20,22] by elucidating the molecular mechanisms regulating the paradoxical effect in A. fumigatus.
24. Lenardon M.D., Whitton R.K., Munro C.A., Marshall D., Gow N.A.R. Individual chitin synthase enzymes synthesize microfibrils of differing structure at specific locations in the Candida albicans cell wall. Mol Microbiol. 2007;66:1164–1173. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
25. Fukuda K., Yamada K., Deoka K., Yamashita S., Ohta A., Horiuchi H. Class III chitin synthase ChsB of Aspergillus nidulans localizes at the sites of polarized cell wall synthesis and is required for conidial development. Eukaryot Cell. 2009;8:945–956. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
26. Blankenship J.R., Fanning S., Hamaker J.J., Mitchell A.P. An extensive circuitry for cell wall regulation in Candida albicans. PLoS Pathog. 2010;6:e1000752. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
27. Teh E.M., Chai C.C., Yeong F.M. Retention of Chs2p in the ER requires N-terminal CDK1-phosphorylation sites. Cell Cycle. 2009;8:2965–2976. [PubMed] [Google Scholar]
28. Martinez-Rucobo F.W., Eckhardt-Strelau L., Terwisscha van Scheltinga A.C. Yeast chitin synthase 2 activity is modulated by proteolysis and phosphorylation. Biochem J. 2009;417:547–554. [PubMed] [Google Scholar]
29. Beltrao P., Trinidad J.C., Fiedler D., Roguev A., Lim W.A., Shokat K.M., Burlingame A.L., Krogan N.J. Evolution of phosphoregulation: comparison of phosphorylation patterns across yeast species. PLoS Biol. 2009;7:e1000134. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
30. Lenardon M.D., Milne S.A., Mora-Montes H.M., Kaffarnik F.A.R., Peck S.C., Brown A.J.P., Munro C.A., Gow N.A.R. Phosphorylation regulates polarisation of chitin synthesis in Candida albicans. J Cell Sci. 2010 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]This paper demonstrates for the first time that phosphorylation of a chitin synthase (CaChs3) is essential for its normal localisation in both yeast and hyphal cells.
31. Chuang J.S., Schekman R.W. Differential trafficking and timed localization of two chitin synthase proteins. Chs2p and Chs3p. J Cell Biol. 1996;135:597–610. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
32. Bartnicki-Garcia S. Chitosomes: past, present and future. FEMS Yeast Res. 2006;6:957–965. [PubMed] [Google Scholar]
33. Schorr M., Then A., Tahirovic S., Hug N., Mayinger P. The phosphoinositide phosphatase Sac1p controls trafficking of the yeast Chs3p chitin synthase. Curr Biol. 2001;11:1421–1426. [PubMed] [Google Scholar]
34. Reyes A., Sanz M., Duran A., Roncero C. Chitin synthase III requires Chs4p-dependent translocation of Chs3p into the plasma membrane. J Cell Sci. 2007;120:1998–2009. [PubMed] [Google Scholar]
35. DeMarini D.J., Adams A.E., Fares H., De Virgilio C., Valle G., Chuang J.S., Pringle J.R. A septin-based hierarchy of proteins required for localized deposition of chitin in the Saccharomyces cerevisiae cell wall. J Cell Biol. 1997;139:75–93. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
36. Kozubowski L., Panek H., Rosenthal A., Bloecher A., DeMarini D.J., Tatchell K. A Bni4-Glc7 phosphatase complex that recruits chitin synthase to the site of bud emergence. Mol Biol Cell. 2003;14:26–39. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
37. Larson J.R., Bharucha J.P., Ceaser S., Salamon J., Richardson C.J., Rivera S.M., Tatchell K. Protein phosphatase type 1 directs chitin synthesis at the bud neck in Saccharomyces cerevisiae. Mol Biol Cell. 2008;19:3040–3051. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
38. Larson J.R., Kozubowski L., Tatchell K. Changes in Bni4 localization induced by cell stress in Saccharomyces cerevisiae. J Cell Sci. 2010;123:1050–1059. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
39. Liu H., Kauffman S., Becker J.M., Szaniszlo P.J. Wangiella (Exophiala) dermatitidis WdChs5p, a class V chitin synthase, is essential for sustained cell growth at temperature of infection. Eukaryot Cell. 2004;3:40–51. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
40. Takeshita N., Yamashita S., Ohta A., Horiuchi H. Aspergillus nidulans class V and VI chitin synthases CsmA and CsmB, each with a myosin motor-like domain, perform compensatory functions that are essential for hyphal tip growth. Mol Microbiol. 2006;59:1380–1394. [PubMed] [Google Scholar]
41. Fujiwara M., Horiuchi H., Ohta A., Takagi M. A novel fungal gene encoding chitin synthase with a myosin motor-like domain. Biochem Biophys Res Commun. 1997;236:75–78. [PubMed] [Google Scholar]
42. Abramczyk D., Park C., Szaniszlo P.J. Cytolocalization of the class V chitin synthase in the yeast, hyphal and sclerotic morphotypes of Wangiella (Exophiala) dermatitidis. Fungal Genet Biol. 2009;46:28–41. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
43. Tsuizaki M., Takeshita N., Ohta A., Horiuchi H. Myosin motor-like domain of the class VI chitin synthase CsmB is essential to its functions in Aspergillus nidulans. Biosci Biotechnol Biochem. 2009;73:1163–1167. [PubMed] [Google Scholar]
44. Takeshita N., Ohta A., Horiuchi H. CsmA, a class V chitin synthase with a myosin motor-like domain, is localized through direct interaction with the actin cytoskeleton in Aspergillus nidulans. Mol Biol Cell. 2005;16:1961–1970. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
45. Reid D.M., Gow N.A.R., Brown G.D. Pattern recognition: recent insights from Dectin-1. Curr Opin Immunol. 2009;21:30–37. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
46. Netea M.G., Gow N.A.R., Munro C.A., Bates S., Collins C., Ferwerda G., Hobson R.P., Bertram G., Hughes H.B., Jansen T. Immune sensing of Candida albicans requires cooperative recognition of mannans and glucans by lectin and Toll-like receptors. J Clin Invest. 2006;116:1642–1650. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
47. Netea M.G., Brown G.D., Kullberg B.J., Gow N.A.R. An integrated model of the recognition of Candida albicans by the innate immune system. Nat Rev Microbiol. 2008;6:67–78. [PubMed] [Google Scholar]
48. Rappleye C.A., Eissenberg L.G., Goldman W.E. Histoplasma capsulatum alpha-(1,3)-glucan blocks innate immune recognition by the beta-glucan receptor. Proc Natl Acad Sci U S A. 2007;104:1366–1370. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
49. Lee C.G., Da Silva C.A., Lee J.Y., Hartl D., Elias J.A. Chitin regulation of immune responses: an old molecule with new roles. Curr Opin Immunol. 2008;20:684–689. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
50. Da Silva C.A., Chalouni C., Williams A., Hartl D., Lee C.G., Elias J.A. Chitin is a size-dependent regulator of macrophage TNF and IL-10 production. J Immunol. 2009;182:3573–3582. [PubMed] [Google Scholar]
51. Da Silva C.A., Hartl D., Liu W., Lee C.G., Elias J.A. TLR-2 and IL-17A in chitin-induced macrophage activation and acute inflammation. J Immunol. 2008;181:4279–4286. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
52. Zhu Z., Zheng T., Homer R.J., Kim Y.K., Chen N.Y., Cohn L., Hamid Q., Elias J.A. Acidic mammalian chitinase in asthmatic Th2 inflammation and IL-13 pathway activation. Science. 2004;304:1678–1682. [PubMed] [Google Scholar]
53. Gordon-Thomson C., Kumari A., Tomkins L., Holford P., Djordjevic J.T., Wright L.C., Sorrell T.C., Moore G.P. Chitotriosidase and gene therapy for fungal infections. Cell Mol Life Sci. 2009;66:1116–1125. [PubMed] [Google Scholar]
54. Lee C.G. Chitin, chitinases and chitinase-like proteins in allergic inflammation and tissue remodeling. Yonsei Med J. 2009;50:22–30. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
55. Reese T.A., Liang H.E., Tager A.M., Luster A.D., Van Rooijen N., Voehringer D., Locksley R.M. Chitin induces accumulation in tissue of innate immune cells associated with allergy. Nature. 2007;447:92–96. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]In this work, the authors show that chitin activates macrophages through the alternative pathway and induces the accumulation of innate immune cells associated with the allergic response in tissues. Accumulation of these immune cells was abolished in the presence of human chitinase. This is the first report directly linking chitin to allergy.
56. de Jonge R., Thomma B.P. Fungal LysM effectors: extinguishers of host immunity? Trends Microbiol. 2009;17:151–157. [PubMed] [Google Scholar]
57. Cash H.L., Whitham C.V., Behrendt C.L., Hooper L.V. Symbiotic bacteria direct expression of an intestinal bactericidal lectin. Science. 2006;313:1126–1130. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
58. Xu X.L., Lee R.T., Fang H.M., Wang Y.M., Li R., Zou H., Zhu Y., Wang Y. Bacterial peptidoglycan triggers Candida albicans hyphal growth by directly activating the adenylyl cyclase Cyr1p. Cell Host Microbe. 2008;4:28–39. [PubMed] [Google Scholar]
59. Schlosser A., Thomsen T., Moeller J.B., Nielsen O., Tornoe I., Mollenhauer J., Moestrup S.K., Holmskov U. Characterization of FIBCD1 as an acetyl group-binding receptor that binds chitin. J Immunol. 2009;183:3800–3809. [PubMed] [Google Scholar]This is the first report of a genuine candidate for a chitin receptor. Here, the authors show that FIBCD1 binds acetylated compounds such as chitin with high-affinity in a calcium-dependent manner. This receptor, however, does not recognise deacetylated compounds, leaving the way open for investigations to find additional chitin and chitosan receptors. The full tissue expression profile for this receptor also remains to be determined.
60. Villiers C., Chevallet M., Diemer H., Couderc R., Freitas H., Van Dorsselaer A., Marche P.N., Rabilloud T. From secretome analysis to immunology: chitosan induces major alterations in the activation of dendritic cells via a TLR4-dependent mechanism. Mol Cell Proteomics. 2009;8:1252–1264. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
61. Munro C.A., Gow N.A.R. Chitin biosynthesis as a target for antifungals. In: Dixon G.K., Copping L.G., Hollomon D.W., editors. Antifungal Agents: Discovery and Mode of Action. Bios Scientific; 1995. pp. 161–171. [Google Scholar]
62. Gaughran J.P., Lai M.H., Kirsch D.R., Silverman S.J. Nikkomycin Z is a specific inhibitor of Saccharomyces cerevisiae chitin synthase isozyme Chs3 in vitro and in vivo. J Bacteriol. 1994;176:5857–5860. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
63. Sudoh M., Yamazaki T., Masubuchi K., Taniguchi M., Shimma N., Arisawa M., Yamada-Okabe H. Identification of a novel inhibitor specific to the fungal chitin synthase. Inhibition of chitin synthase 1 arrests the cell growth, but inhibition of chitin synthase 1 and 2 is lethal in the pathogenic fungus Candida albicans. J Biol Chem. 2000;275:32901–32905. [PubMed] [Google Scholar]
64. Carotti C., Ferrario L., Roncero C., Valdivieso M.H., Duran A., Popolo L. Maintenance of cell integrity in the gas1 mutant of Saccharomyces cerevisiae requires the Chs3p-targeting and activation pathway and involves an unusual Chs3p localization. Yeast. 2002;19:1113–1124. [PubMed] [Google Scholar]
65. Reinoso-Martin C., Schuller C., Schuetzer-Muehlbauer M., Kuchler K. The yeast protein kinase C cell integrity pathway mediates tolerance to the antifungal drug caspofungin through activation of Slt2p mitogen-activated protein kinase signaling. Eukaryot Cell. 2003;2:1200–1210. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

66. Cota J.M., Grabinski J.L., Talbert R.L., Burgess D.S., Rogers P.D., Edlind T.D., Wiederhold N.P. Increases in SLT2 expression and chitin content are associated with incomplete killing of Candida glabrata by caspofungin. Antimicrob Agents Chemother. 2008;52:1144–1146. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
67. Fortwendel J.R., Juvvadi P.R., Pinchai N., Perfect B.Z., Alspaugh J.A., Perfect J.R., Steinbach W.J. Differential effects of inhibiting chitin and 1,3-(beta)-d-glucan synthesis in ras and calcineurin mutants of Aspergillus fumigatus. Antimicrob Agents Chemother. 2009;53:476–482. [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
68. Steinbach W.J., Reedy J.L., Cramer R.A., Jr., Perfect J.R., Heitman J. Harnessing calcineurin as a novel anti-infective agent against invasive fungal infections. Nat Rev Microbiol. 2007;5:418–430. [PubMed] [Google Scholar]